ZEISS Lattice Lightsheet 7

Imagerie volumétrique longue durée des cellules vivantes

Le ZEISS Lattice Lightsheet 7 met la microscopie de fluorescence à feuillet de lumière au service de l'imagerie des cellules vivantes à une résolution subcellulaire, tout en vous permettant d'utiliser vos porte-échantillons standards. Grâce à ce système automatique simple d'utilisation, l'imagerie volumétrique de structures et de dynamiques subcellulaires sur plusieurs heures et jours avec une excellente protection contre la photodégradation est désormais à la portée de tous. Découvrez la dynamique biologique à une intensité de détail inégalée, et avec une facilité que vous n'auriez jamais imaginée !

ZEISS Lattice Lightsheet 7

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Étudiez le principe de la feuille de lumière en treillis (lattice) et ses avantages pour l'imagerie 3D de la dynamique subcellulaire et découvrez le processus de développement de cette technique ainsi que les caractéristiques du ZEISS Lattice Lightsheet 7. Écoutez également les premiers témoignages de nos clients sur leurs observations et leurs applications.

 

Découvrez la dynamique biologique subcellulaire

 
  • Incroyablement simple d'accès
    Examinez des spécimens vivants directement sur vos porte-échantillons standards
  • Quasiment aucune photodégradation
    Observez la dynamique biologique subcellulaire sur plusieurs heures et même plusieurs jours
  • Résolution quasi-isotrope
    Révélez des détails en trois dimensions dans leurs proportions réelles
  • Imagerie volumétrique à grande vitesse
    Ne manquez plus aucun évènement sur votre lamelle couvre-objet
  • Système d'alignement automatique
    Focalisez toute votre attention sur vos expériences

La technologie à feuillet de lumière en treillis à la portée de tous

 

L'intérêt de l'imagerie à feuillet de lumière, non invasive et en haute résolution, ne peut être sous-estimé dans l'étude des processus subcellulaires. Grâce au Lattice Lightsheet 7, ZEISS simplifie à l'extrême l'accès aux avantages de cette technologie de pointe. Sans avoir à modifier votre procédure habituelle de préparation d'échantillon, vous pouvez examiner des spécimens vivants directement sur les porte-échantillons standards que vous utilisez déjà pour la microscopie confocale. Le système réalise automatiquement les processus d'alignement complexes et vous permet ainsi de vous concentrer sur l'essentiel.

 
 

Phototoxicité et photoblanchiment quasiment inexistants

 

Vous désirez observer la dynamique biologique à une résolution subcellulaire en vue d'étudier l'évolution dans le temps des structures les plus fines. Malheureusement, les systèmes d'imagerie conventionnels que vous utilisez atteignent très vite leurs limites puisqu'ils s'avèrent trop invasifs et détruisent vos échantillons. Pour remédier à ce problème, le ZEISS Lattice Lightsheet 7 dispose d'un éclairage en treillis qui s'adapte automatiquement à vos échantillons sensibles et réduit significativement le photoblanchiment et la phototoxicité. Vous pouvez ainsi poursuivre vos observations sur plusieurs heures, voire plusieurs jours. L'environnement d'incubation contrôlé et le mécanisme intégré d'auto-immersion permettent de réaliser des expériences longue durée non surveillées.

Vidéo : cellule LLC-PK1 en cours de division. Cellules exprimant H2B-mCherry (cyan) et tubuline α mEGFP (magenta), enregistrement sur une période de 25 heures.

Imagerie volumétrique à grande vitesse

 

L'acquisition extrêmement rapide des images par le ZEISS Lattice Lightsheet 7 permet d'effectuer jusqu'à trois balayages volumiques par seconde. Cette imagerie dynamique, réalisée à une résolution temporelle aussi élevée sur l'ensemble des volumes de vos échantillons, signifie que vous ne manquerez plus aucun évènement sur vos lamelles couvre-objet. La résolution quasiment isotrope sur les axes X, Y et Z permet d'obtenir une image de l'échantillon en trois dimensions, qui révèle les détails structurels dans leurs véritables proportions. Le balayage rapide du faisceau laser permet d'obtenir des images pouvant comporter jusqu'à trois couleurs presque simultanément, avec une interférence minimale entre les couleurs.

Vidéo : cellules Cos 7 transfectées de façon transitoire avec de la calnexine mEmerald et EB3-tdTomato. La protéine EB3 identifie les extrémités des microtubules et est nécessaire pour la régulation de la dynamique microtubulaire. La calnexine est une protéine du RE, où s'effectue la synthèse protéique. Une image des cellules a été prise toutes les 80 secondes pendant 1,5 heures, volume d'acquisition : 175 × 120 × 70 μm³.

 

La technologie derrière l'instrument

Le principe de la microscopie à feuillet de lumière

La microscopie à feuillet de lumière (également appelée microscopie à feuillet de lumière de type gaussien) est reconnue pour ses conditions d'acquisition d'images non invasives, à une vitesse d'acquisition supérieure. Le concept révolutionnaire de séparer le système d'excitation du système de détection permet d'éclairer uniquement la partie de l'échantillon qui se trouve dans le plan focal de l'objectif de détection. En déplaçant le feuillet de lumière sans manipuler l'échantillon et en enregistrant une image par plan focal, il est possible d'acquérir des données volumétriques sans exposer les zones hors champ de l'échantillon.

Principe de la microscopie à feuillet de lumière
La microscopie à feuillet de lumière conventionnelle (à profil gaussien) sépare l'excitation de fluorescence et la détection en deux trajets d'illumination distincts, permettant ainsi de générer une section optique correspondante en excitant uniquement la fluorescence provenant du plan en plein champ.

La microscopie à feuillet de lumière à treillis (lattice lightsheet) combine les avantages de la microscopie à feuillet de lumière classique avec la résolution quasi-isotrope de la microscopie confocale. La technologie avancée de modelage du faisceau crée des feuillets de lumière en réseau qui sont beaucoup plus fins que les feuillets de lumière standards à profil gaussien et qui fournissent donc une meilleure résolution à des vitesses d'acquisition comparables. La structure réticulaire du feuillet de lumière est créée à l'aide d'un modulateur spatial de lumière (SLM pour Spatial Light Modulator), puis projetée sur l'échantillon après avoir traversé un système de balayage qui fait vibrer la structure réticulaire pour créer un feuillet de lumière non invasif.

Principe de la microscopie à feuillet de lumière en treillis
La microscopie à feuillet de lumière en treillis dépasse les limites des faisceaux gaussiens (sectionnement optique limité, champ de vision limité) et des faisceaux de Bessel (anneaux forts, excitation de fluorescence hors champ) en générant des feuillets minces et longs pour obtenir une résolution subcellulaire.

Le principe d'implémentation ZEISS de la microscopie à feuillet de lumière en treillis

Durant la phase de développement du Lattice Lightsheet 7, ZEISS a accordé une attention particulière à la simplicité d'utilisation et à la compatibilité avec les techniques de préparation conventionnelles des échantillons. La configuration inversée est le principe de base le plus important pour permettre l'utilisation de porte-échantillons standards dans la microscopie à haute résolution. Les principaux défis liés à la configuration inversée sont les décalages de l'indice de réfraction, puisque la fluorescence est émise à partir de l'échantillon, puis traverse le milieu de culture cellulaire aqueux, une lamelle couvre-objet inclinée et une immersion dans l'eau, avant d'atteindre l'objectif de détection.

Une optique ZEISS sans égale

Des éléments optiques spéciaux, exclusifs à ZEISS, dans la trajectoire du faisceau de détection compensent les décalages d'indice de réfraction et permettent d'acquérir des images des échantillons aussi facilement et rapidement qu'avec un microscope confocal.

Optique ZEISS Lattice Lightsheet 7
Schéma du porte-échantillon et du module optique de base avec objectif d'excitation (1), lentille ménisque (2) et objectif de détection à optique freeform (3). Les exemples représentent l'acquisition d'image sans (A) et avec correction des modifications de l'indice de réfraction (B).

Caractéristiques du produit

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Chambre d'incubation
Chambre d'incubation contenant une boîte de Petri standard de 35 mm.

Usage avec porte-échantillon standard

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Chambre d'incubation
Chambre d'incubation contenant une boîte de Petri standard de 35 mm.

Sans avoir à modifier votre procédure habituelle de préparation d'échantillon, vous pouvez examiner des spécimens vivants directement sur les porte-échantillons que vous utilisez déjà pour la microscopie confocale. Le ZEISS Lattice Lightsheet 7 peut être utilisé avec tous les porte-échantillons standards munis d'une lamelle couvre-objet de fond no 1,5 :

  • Lames
  • Boîtes de Petri 35 mm
  • Chambres de culture
  • Plaques de microtitration
ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Éclairage LED
Un éclairage non invasif par transmission garantit la localisation rapide de votre échantillon.

Localisation rapide et non invasive des échantillons

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Éclairage LED
Un éclairage non invasif par transmission garantit la localisation rapide de votre échantillon.

Les LED de transmission intégrées et la détection latérale assurant un contraste de type DIC (interférentiel différentiel) permettent de localiser très rapidement votre échantillon. Vous pouvez passer des LED de transmission blanches à rouges pour un éclairage moins agressif si nécessaire. Vous pouvez également choisir d'inclure un éclairage à lumière transmise pour les observations longue durée.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Platine 5 axes
La platine à 5 axes combine une précision extrême à une grande vitesse d'exécution avec une vaste plage de déplacement pour l'imagerie des plaques de microtitration.

Mise à niveau automatique de l'échantillon

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Platine 5 axes
La platine à 5 axes combine une précision extrême à une grande vitesse d'exécution avec une vaste plage de déplacement pour l'imagerie des plaques de microtitration.

Conçue spécifiquement pour ce système, la platine unique à 5 axes permet non seulement de réaliser des déplacements le long des axes X, Y et Z, mais aussi des inclinaisons d'une extrême précision suivant les axes X et Y, afin de compenser même les plus petits écarts liés aux dimensions du porte-échantillon ou à la position de l'échantillon. La mise à niveau de votre échantillon s'effectue automatiquement et vous libère des procédures fastidieuses de réglage manuel.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Trajectoire du faisceau
Schéma de la trajectoire du faisceau du ZEISS Lattice Lightsheet 7 (cliquez pour agrandir).

Alignement automatique de tous les éléments optiques

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Trajectoire du faisceau
Schéma de la trajectoire du faisceau du ZEISS Lattice Lightsheet 7 (cliquez pour agrandir).

Pour obtenir les meilleurs résultats d'imagerie, le feuillet de lumière en treillis doit être adapté à chaque échantillon ; c'est pourquoi ZEISS a intégré une fonction d'alignement automatique de tous les éléments optiques afin de supprimer les ajustements manuels fastidieux. Le design innovant de la trajectoire du faisceau d'excitation permet de changer rapidement les raies du laser sans avoir à reprogrammer le SLM. Cette configuration permet d'acquérir presque simultanément des ensembles de données de canaux multiples afin que vous ne manquiez plus aucun évènement sur votre échantillon.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Auto-immersion
Équipement d'auto-immersion du ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Expériences longue durée non surveillées

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Auto-immersion
Équipement d'auto-immersion du ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Incubation

Le système d'incubation intégré offre une stabilité durable dans des conditions ambiantes variables. Le microscope contrôle et surveille automatiquement la température, les niveaux de CO2 et O2 ainsi que l'humidité afin de préserver l'intégrité de votre échantillon tout au long de vos expériences. Le couvercle avec regard en verre permet d'accéder rapidement et facilement à l'échantillon afin d'en faciliter l'inspection au cours d'une phase d'expérimentation.

Auto-immersion

Amorcez le système pour évacuer l'air résiduel. Le système libère ensuite automatiquement une quantité de milieu d'immersion adaptée aux contraintes de vos expériences. Le réapprovisionnement en milieu d'immersion est contrôlé par logiciel afin que vous n'ayez plus à vous soucier des risques d'interférence par rapport à l'acquisition d'image. Le réservoir est protégé de la source d'éclairage pour éviter le développement des bactéries. Les objectifs sont protégés de la source d'approvisionnement en milieu d'immersion et restent donc secs, même si une quantité excessive de milieu d'immersion est appliquée.


Applications typiques

Typical Application Typical Samples Tasks

Live cell imaging

  • Adherent cells
  • Suspension cells
  • Volumetric imaging of subcellular processes with high speed: organelle morphology and dynamics, organelle-organelle interactions, vesicle trafficking
  • Volumetric imaging of membrane dynamics
  • Volumetric imaging of immune cells such as T cell mobility and activation
  • Gentle imaging of live cells for hours up to days with minimal phototoxicity and photobleaching
  • Cell proliferation and apoptosis assays

3D cell culture

  • Spheroids
  • Organoids
  • Cysts
  • Cells in hydrogel
  • Live imaging of spheroids or organoids with diameters up to 200 μm
  • Organoid self-organization
  • Cell migration and proliferation within organoids
  • Imaging of cell-cell interactions, 3D organization, migration and morphology
  • In vitro imaging of neuronal activity

Small evolving organisms

  • Zebrafish embryos
  • C. elegans embryos
  • Drosophila embryos
  • Resolving structural detail in 3D with close to isotropic resolution
  • Fast imaging of cellular and subcellular dynamics in embryos and small organisms up to 100 μm in diameter
  • Cell migration, cell-cell interaction, cell cycle, vesicle trafficking

Oocytes

 

  • Live imaging of whole oocytes in 3D with subcellular detail

Expanded samples

 

  • Water based gel expanded small samples

Le ZEISS Lattice Lightsheet 7 en action

La lamine B1 en action

 

La lamine B1 s'associe à la membrane nucléaire, elle est impliquée dans la fragmentation et la reformation de la membrane nucléaire au cours de la mitose. La formation de ces « invaginations nucléaires » est fréquemment observée sur plusieurs types de cellules durant les évènements de la mitose, à différents stades du cycle cellulaire. Les invaginations nucléaires peuvent se manifester sous la forme de structures tubulaires qui partent de la membrane nucléaire et traversent le noyau. Bien que ces structures uniques soient régulièrement observées, la plupart des recherches sont jusqu'à présent effectuées à partir de cellules fixes. Par conséquent, la fonction de ces structures est largement inconnue même si de nombreuses hypothèses ont été proposées.

Cet ensemble de données a été enregistré avec une lignée de cellules du Allen Institute for Cell Science de Seattle : des cellules souches pluripotentes induites humaines qui expriment de façon endogène la lamine B1 (AICS-0013) marquée au mEGFP. L'expérience qui s'est déroulée durant la nuit a été enregistrée pendant près de 8 heures avec un volume imagé toutes les 1,5 minutes. Les cellules en mitose peuvent être observées tout au long de l'enregistrement. La formation et la dynamique des invaginations nucléaires peuvent être clairement observées dans la plupart des cellules, tout au long du cycle cellulaire complet.

Un éclairage non invasif est primordial pour l'imagerie de la mitose puisque ce processus est extrêmement délicat et photosensible. Afin d'éviter la duplication d'un ADN endommagé, les cellules interrompent la mitose au moindre incident provenant de l'éclairage d'excitation. Le procédé d'imagerie du Lattice Lightsheet 7 est non invasif et le système doit être extrêmement stable pour acquérir des images des évènements de mitose sur de longues périodes. L'imagerie volumétrique rapide combinée à une résolution d'image quasiment isotrope permet d'examiner l'échantillon sous tous les angles et d'étudier des structures subcellulaires uniques dans les moindres détails. Le ZEISS Lattice Lightsheet 7 est l'instrument parfait pour réaliser des expériences complexes de ce calibre. Des applications auparavant impossibles deviennent réalité et, grâce à la grande facilité d'utilisation du Lattice Lightsheet 7, vous aussi pouvez les mettre en pratique dans le cadre de vos recherches.

La dynamique subcellulaire à très grande vitesse

 

Cellules Cos 7 transfectées de façon transitoire avec de la calnexine mEmerald et EB3-tdTomato. La protéine EB3 identifie les extrémités des microtubules et est nécessaire pour la régulation de la dynamique microtubulaire. La calnexine est une protéine du RE, où s'effectue la synthèse protéique. Une image des cellules a été prise toutes les 80 secondes pendant 1,5 heures, volume d'acquisition : 175 × 120 × 70 μm³.

 

Vidéo en time lapse montrant la dynamique d'une cellule U2OS exprimant de manière stable de l'actine-GFP (cytosquelette, cyan). Les cellules étaient également marquées avec MitoTracker™ Red CMXRos (mitochondrie, vert) et Draq 5 (noyau, magenta).

 

Cellule Cos 7 transfectée de manière transitoire avec des agents Tomm20-mEmerald et Calreticulin-tdTomato. Tomm20 identifie la membrane externe de la mitochondrie, la calréticuline est une protéine de l'ER où s'effectue la synthèse des protéines. Les deux éléments sont des organites extrêmement délicats et photosensibles, difficiles à capturer avec les techniques de l'imagerie conventionnelle. Une image en volume toutes les 30 secondes, pendant 1 heure et 15 minutes, volume d'acquisition : 175 × 210 × 20 μm3. Au total, 85 800 images ont été enregistrées ; 572 plans volumiques pour 150 points horaires.

 

Cellule Cos 7 exprimant Lifeact-GFP. Projection à intensité maximale. Des images de la cellule ont été capturées en continu pendant 9 heures ; une image en volume (115 × 60 × 25 μm³) toutes les 10 secondes. Au total, 1 005 000 images ont été enregistrées ; 201 plans volumiques pour 5°000 points horaires.

 
 

Cellule Cos 7 transfectée de manière transitoire avec des agents mEmerald-Rab5a et Golgi7-tdTomato. Golgi7 est une protéine associée à l'appareil de Golgi et aux vésicules golgiennes. Rab5a est une protéine marqueur des endosomes précoces. Le traçage des vésicules en 3D à une résolution quasiment isotrope devient réalité. Le traçage a été effectué dans arivis Vision4D®.

 

Cellule T exprimant Lifeact-GFP. Projection en profondeur avec codage couleur et projection à intensité maximale en parallèle. Des images de la cellule T ont été capturées en continu pendant plus de 1 heure ; une image en volume toutes les 2,5 secondes. Échantillon : avec l'aimable autorisation de M. Fritzsche, University of Oxford, Royaume-Uni.

Développement biologique aux stades précoces | Ovocytes

 

Ovocytes de souris fixes en vésicules germinales marqués pour la membrane nucléaire (anti-lamine, cyan), actine (phalloïdine, magenta) et microtubules (anti-tubuline, jaune). Le Sinc3 15 × 650 lattice light sheet a été utilisé pour l'imagerie haute résolution des structures de microtubule et de l'actine. Suivez la structure en 3D des microtubules dans la vidéo. Échantillon : avec l'aimable autorisation de C. So, MPI Göttingen, Allemagne.

 

Ovocytes de souris fixes en vésicules germinales marqués pour la membrane nucléaire (anti-lamine, cyan), actine (phalloïdine, magenta) et microtubules (anti-tubuline, jaune). Le Sinc3 100 × 1,800 lattice light sheet a été utilisé pour réaliser l'imagerie de l'ovocyte complet. Échantillon : avec l'aimable autorisation de C. So, MPI Göttingen, Allemagne.

 

Ovocytes de souris interrompus en métaphase II et marqués pour la mitochondrie (cyan), les microtubules (magenta) et les chromosomes (jaune). Échantillon : avec l'aimable autorisation de C. So, MPI Göttingen, Allemagne.

Développement biologique de petits organismes évolutifs | Poisson-zèbre

 

Embryon de poisson-zèbre transgénique DeltaD-YFP (Liao et al. 2016, Nature Communications). Protéine de fusion emmenée par un transgène contenant les régions de régulation endogène, expression à l'extrémité caudale et dans le mésoderme pré-somatique. Signal visible dans le cortex cellulaire et en un point correspondant au transport vésiculaire (vert). Noyaux en magenta. Des images de l'embryon ont été capturées pendant 5 minutes en continu ; une image en volume (150 × 50 × 90 μm3) toutes les 8 secondes. Échantillon : avec l'aimable autorisation du Prof. Andrew Oates, EPFL, Suisse.

 

Film en vitesse accélérée de l'embryon de poisson-zèbre. Imagerie volumétrique du transport de molécules mRNA (vert). Les noyaux sont représentés en magenta. Les données sont affichées en projection à intensité maximale. Une image en volume (86 × 80 × 12 μm3) a été enregistrée toutes les 2,5 secondes. Échantillon : avec l'aimable autorisation du Prof. Andrew Oates, EPFL, Suisse.

 

Le transport de molécules mRNA a été tracé dans arivis Vision4D®. Le mouvement de l'embryon de poisson-zèbre a d'abord été corrigé à l'aide d'un tracé de référence du noyau. Ensuite, les molécules individuelles d'ARN messager ont été suivies dans la durée pour obtenir des statistiques telles que la vitesse et l'orientation. Échantillon : avec l'aimable autorisation du Prof. Andrew Oates, EPFL, Suisse.

Développement biologique de petits organismes évolutifs | embryons de caenorhabditis elegans

 

Embryon de caenorhabditis elegans marqué pour les noyaux. La vidéo montre une projection en profondeur avec codage en couleur de l'embryon. Des images de l'embryon ont été capturées pendant plus de 10 minutes en continu ; une image en volume toutes les 700 msec. Volume d'acquisition : 115 × 50 × 30 μm³. Au total, 101 000 images ont été enregistrées ; 101 plans volumiques pour 1000 points horaires. Échantillon client.

 

Embryon de caenorhabditis elegans marqué pour les noyaux. La vidéo montre une projection en profondeur avec codage en couleur de l'embryon. Des images de l'embryon ont été capturées pendant plus de 19 heures toutes les 5 minutes et peuvent être observées tout au long de son cycle normal de veille-sommeil. Volume d'acquisition : 115 × 50 × 30 μm³. Au total, 23 836 images ont été enregistrées ; 101 plans volumiques pour 236 points horaires. Échantillon client.

 

Embryon de caenorhabditis elegans au stade tardif (post fertilisation ~400 min.) avec ~560 noyaux marqués avec HIS-58::mCherry (magenta) et centrioles marqués par GFP::SAS-7 (vert). Des cellules en mitose montrent un signal condensé de HIS-58::mCherry et de centrioles aux pôles fuseaux. Échantillon : avec l'aimable autorisation de N. Kalbfuss, Göncy Lab, EPFL, Suisse.

Développement biologique de petits organismes évolutifs | Embryon de drosophile

 
 

La drosophila melanogaster est un organisme modèle dans de nombreux domaines de recherche tels que la recherche biomédicale. De nombreux variants génétiquement modifiés sont à la disposition des chercheurs. Cette vidéo présente un embryon de drosophile avec marquage GFP au cours de son évolution. Au total, 91 100 images ont été prises, 911 plans volumiques, 100 points horaires. Une image en volume toutes les 15 secondes ; durée d'imagerie 25 min., volume d'acquisition : 300 × 455 × 145 μm3.

Développement de modèles cellulaires en 3D

 

Les sphéroïdes et les organoïdes sont des modèles in vitro d'organes – beaucoup plus petits et plus simples mais faciles à produire et sont donc des outils inestimables aux yeux des biologistes du développement pour étudier le développement des organes. Contrairement aux cultures cellulaires, qui consistent généralement en une monocouche de cellules uniquement, les cellules des sphéroïdes / organoïdes forment des structures tridimensionnelles qui permettent d'étudier la migration et la différenciation des cellules à l'intérieur de modèles cellulaires en 3D. Avec la microscopie à feuillet de lumière en treillis, l'acquisition d'images du développement et de l'auto-organisation d'organoïdes devient réalité. Ici, nous pouvons voir un rendu en 3D d'un sphéroïde constitué de cellules exprimant H2B-mCherry (cyan) et α-tubuline-mEGFP (magenta). Les cellules ne sont pas toutes marquées.

Développement de plantes et de semences de plantes | Graine de pollen et tube pollinique

 

Observez la dynamique des mitochondries à l'intérieur du tube pollinique. Les mitochondries se déplacent vers l'extrémité sur les bords et reviennent au centre du tube. Durant le transport, les mitochondries fusionnent et se divisent constamment pour assurer les processus de réparation et pour partager et distribuer les molécules biologiques. Échantillon : avec l'aimable autorisation de R. Whan, UNSW, Sydney, Australie.

 

Tube pollinique coloré pour les mitochondries (MitoTracker Green, vert) et les lysosomes (Lysotracker Red, rouge). Observez le tube pollinique s'étendre à partir de la fissure dans le grain de pollen (visualisé par son autofluorescence). Les mitochondries ne progressent pas tout à fait jusqu'à l'extrémité du tube pollinique, mais s'arrêtent quelques microns avant l'extrémité. Le rendu de l'ensemble des données a été effectué dans arivis Vision4D®.Échantillon : avec l'aimable autorisation de R. Whan, UNSW, Sydney, Australie.

Téléchargements

ZEISS Lattice Lightsheet 7

Long-term Volumetric Imaging of Living Cells

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