ZEISS Lattice Lightsheet 7

Imagerie volumétrique longue durée des cellules vivantes

Le ZEISS Lattice Lightsheet 7 met la microscopie de fluorescence à feuillet de lumière au service de l'imagerie des cellules vivantes à une résolution subcellulaire, tout en vous permettant d'utiliser vos porte-échantillons standards. Grâce à ce système automatique simple d'utilisation, l'imagerie volumétrique de structures et de dynamiques subcellulaires sur plusieurs heures et jours avec une excellente protection contre la photodégradation est désormais à la portée de tous. Découvrez la dynamique biologique à une intensité de détail inégalée, et avec une facilité que vous n'auriez jamais imaginée !

ZEISS Lattice Lightsheet 7

Gros plan sur la microscopie à feuillet de lumière en treillis : passée, présente et future

Webinaire WILEY | 28 avril 2022

Rejoignez le webinaire WILEY, axé sur les derniers développements en matière de microscopie à feuillet de lumière en treillis (lattice). Découvrez les expériences de chercheurs qui l'utilisent pour l'imagerie volumétrique à long terme de cellules vivantes, les rapports de première main sur l'évolution des microscopes à feuillet de lumière en treillis, et la nouvelle génération de ZEISS Lattice Lightsheet 7.

 

Découvrez la dynamique biologique subcellulaire

 
  • Accès ultra simple
    Examinez des spécimens vivants directement sur vos porte-échantillons standards
  • Quasiment aucune photodégradation
    Observez la dynamique biologique subcellulaire au fil des heures et même des jours
  • Résolution quasi-isotrope
    Révélez des détails en trois dimensions dans leurs proportions réelles
  • Imagerie volumétrique à grande vitesse
    Ne manquez plus aucun événement sur votre lamelle
  • Imagerie bicolore réellement simultanée
    Faites passer vos expériences à la vitesse supérieure

La technologie à feuillet de lumière en treillis à la portée de tous

 

L'intérêt de l'imagerie à feuillet de lumière, non invasive et en haute résolution, ne peut être sous-estimé dans l'étude des processus subcellulaires. Grâce au Lattice Lightsheet 7, ZEISS simplifie à l'extrême l'accès aux avantages de cette technologie de pointe. Sans avoir à modifier votre procédure habituelle de préparation d'échantillon, vous pouvez examiner des spécimens vivants directement sur les porte-échantillons standards que vous utilisez déjà pour la microscopie confocale. Le système réalise automatiquement les processus d'alignement complexes et vous permet ainsi de vous concentrer sur l'essentiel.

 
 

Phototoxicité et photoblanchiment quasiment inexistants

 

Vous désirez observer la dynamique biologique à une résolution subcellulaire en vue d'étudier l'évolution dans le temps des structures les plus fines. Malheureusement, les systèmes d'imagerie conventionnels que vous utilisez atteignent très vite leurs limites puisqu'ils s'avèrent trop invasifs et détruisent vos échantillons. Pour remédier à ce problème, le ZEISS Lattice Lightsheet 7 dispose d'un éclairage en treillis qui s'adapte automatiquement à vos échantillons sensibles et réduit significativement le photoblanchiment et la phototoxicité. Vous pouvez ainsi poursuivre vos observations sur plusieurs heures, voire plusieurs jours. L'environnement d'incubation contrôlé et le mécanisme intégré d'auto-immersion permettent de réaliser des expériences longue durée non surveillées.

Vidéo : cellule LLC-PK1 en cours de division. Cellules exprimant H2B-mCherry (cyan) et tubuline α mEGFP (magenta), enregistrement sur une période de 25 heures.

Imagerie volumétrique à grande vitesse

 

L'acquisition extrêmement rapide des images par le ZEISS Lattice Lightsheet 7 permet d'effectuer jusqu'à trois scans volumiques par seconde pour chaque canal de couleur. Cette haute résolution temporelle signifie que vous ne manquerez plus aucun événement sur vos lamelles. La résolution quasiment isotrope sur les axes X, Y et Z permet d'obtenir une image de l'échantillon en trois dimensions, qui révèle les détails structurels dans leurs véritables proportions. Deux caméras et le trajet du faisceau d'excitation spécialement conçu permettent une imagerie réellement simultanée de deux couleurs et une imagerie quasi-simultanée de trois couleurs.

Vidéo : Cellule COS-7 transfectée de manière transitoire avec des agents Tomm20-mEmerald et Calreticulin-tdTomato. L'exemple montre le RE s'enroulant autour des mitochondries et assistant la fission mitochondriale.

 

La technologie derrière l'instrument

Le principe de la microscopie à feuillet de lumière

La microscopie à feuillet de lumière (également appelée microscopie à feuillet de lumière de type gaussien) est reconnue pour ses conditions d'imageries non invasives à une vitesse d'acquisition supérieure. Révolutionnaire, le concept de découplage de l'excitation et de la détection permet d'éclairer uniquement la partie de l'échantillon qui se trouve dans le plan focal de l'objectif de détection. En déplaçant le feuillet de lumière sans manipuler l'échantillon et en enregistrant une image par plan focal, il est possible d'acquérir des données volumétriques sans exposer les zones hors champ de l'échantillon.

Principe de la microscopie à feuillet de lumière
La microscopie à feuillet de lumière conventionnelle (à profil gaussien) sépare l'excitation de fluorescence et la détection en deux trajets d'illumination distincts, permettant ainsi de générer une section optique correspondante en excitant uniquement la fluorescence provenant du plan en plein champ.

La microscopie à feuillet de lumière à treillis (lattice lightsheet) combine les avantages de la microscopie à feuillet de lumière classique avec la résolution quasi-isotrope de la microscopie confocale. La technologie avancée de modelage du faisceau crée des feuillets de lumière en réseau qui sont beaucoup plus fins que les feuillets de lumière standards à profil gaussien et qui fournissent donc une meilleure résolution à des vitesses d'acquisition comparables. La structure réticulaire du feuillet de lumière est créée à l'aide d'un modulateur spatial de lumière (SLM pour Spatial Light Modulator), puis projetée sur l'échantillon après avoir traversé un système de balayage qui fait vibrer la structure réticulaire pour créer un feuillet de lumière non invasif.

Principe de la microscopie à feuillet de lumière en treillis
La microscopie à feuillet de lumière en treillis dépasse les limites des faisceaux gaussiens (sectionnement optique limité, champ de vision limité) et des faisceaux de Bessel (anneaux forts, excitation de fluorescence hors champ) en générant des feuillets minces et longs pour obtenir une résolution subcellulaire.

Le principe d'implémentation ZEISS de la microscopie à feuillet de lumière en treillis

Durant la phase de développement du Lattice Lightsheet 7, ZEISS a accordé une attention particulière à la simplicité d'utilisation et à la compatibilité avec les techniques de préparation conventionnelles des échantillons. La configuration inversée est le principe de base le plus important pour permettre l'utilisation de porte-échantillons standards dans la microscopie à haute résolution. Les principaux défis liés à la configuration inversée sont les décalages de l'indice de réfraction, puisque la fluorescence est émise à partir de l'échantillon, puis traverse le milieu de culture cellulaire aqueux, une lamelle couvre-objet inclinée et une immersion dans l'eau, avant d'atteindre l'objectif de détection.

Une optique ZEISS sans égale

Des éléments optiques spéciaux, exclusifs à ZEISS, dans la trajectoire du faisceau de détection compensent les décalages d'indice de réfraction et permettent d'acquérir des images des échantillons aussi facilement et rapidement qu'avec un microscope confocal.

Optique ZEISS Lattice Lightsheet 7
Schéma du porte-échantillon et du module optique de base avec objectif d'excitation (1), lentille ménisque (2) et objectif de détection à optique freeform (3). Les exemples représentent l'acquisition d'image sans (A) et avec correction des modifications de l'indice de réfraction (B).

Caractéristiques du produit

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Chambre d'incubation
Chambre d'incubation contenant une boîte de Petri standard de 35 mm.

Usage avec porte-échantillon standard

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Chambre d'incubation
Chambre d'incubation contenant une boîte de Petri standard de 35 mm.

Sans avoir à modifier votre procédure habituelle de préparation d'échantillon, vous pouvez examiner des spécimens vivants directement sur les porte-échantillons que vous utilisez déjà pour la microscopie confocale. Le ZEISS Lattice Lightsheet 7 peut être utilisé avec tous les porte-échantillons standards munis d'une lamelle couvre-objet de fond no 1,5 :

  • Lames
  • Boîtes de Petri 35 mm
  • Chambres de culture
  • Plaques de microtitration
ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Éclairage LED
Un éclairage non invasif par transmission garantit la localisation rapide de votre échantillon.

Localisation rapide et non invasive des échantillons

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Éclairage LED
Un éclairage non invasif par transmission garantit la localisation rapide de votre échantillon.

Les LED de transmission intégrées et la détection latérale assurant un contraste de type DIC (interférentiel différentiel) permettent de localiser très rapidement votre échantillon. Vous pouvez passer des LED de transmission blanches à rouges pour un éclairage moins agressif si nécessaire. Vous pouvez également choisir d'inclure un éclairage à lumière transmise pour les observations longue durée.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Platine 5 axes
La platine à 5 axes combine une précision extrême à une grande vitesse d'exécution avec une vaste plage de déplacement pour l'imagerie des plaques de microtitration.

Mise à niveau automatique de l'échantillon

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Platine 5 axes
La platine à 5 axes combine une précision extrême à une grande vitesse d'exécution avec une vaste plage de déplacement pour l'imagerie des plaques de microtitration.

Conçue spécifiquement pour ce système, la platine unique à 5 axes permet non seulement de réaliser des déplacements le long des axes X, Y et Z, mais aussi des inclinaisons d'une extrême précision suivant les axes X et Y, afin de compenser même les plus petits écarts liés aux dimensions du porte-échantillon ou à la position de l'échantillon. La mise à niveau de votre échantillon s'effectue automatiquement et vous libère des procédures fastidieuses de réglage manuel.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Trajectoire du faisceau
Schéma de la trajectoire du faisceau du ZEISS Lattice Lightsheet 7 (cliquez pour agrandir).

Alignement automatique de tous les éléments optiques

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Trajectoire du faisceau
Schéma de la trajectoire du faisceau du ZEISS Lattice Lightsheet 7 (cliquez pour agrandir).

Pour obtenir les meilleurs résultats d'imagerie, le feuillet de lumière en treillis doit être adapté à chaque échantillon ; c'est pourquoi ZEISS a intégré une fonction d'alignement automatique de tous les éléments optiques afin de supprimer les ajustements manuels fastidieux. Le design innovant de la trajectoire du faisceau d'excitation permet de changer rapidement les raies du laser sans avoir à reprogrammer le SLM. Cette configuration permet d'acquérir presque simultanément des ensembles de données de canaux multiples afin que vous ne manquiez plus aucun évènement sur votre échantillon.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 - Configuration à double caméra
Configuration à double caméra de ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Résolution temporelle doublée avec deux caméras

ZEISS Lattice Lightsheet 7 - Configuration à double caméra
Configuration à double caméra de ZEISS Lattice Lightsheet 7.

La conception innovante du trajet du faisceau d'excitation permet l'excitation simultanée de l'échantillon avec plusieurs lignes laser. Combinée à deux caméras ORCA-Fusion de Hamamatsu, cette méthode permet une imagerie réellement simultanée de deux canaux, ce qui est essentiel pour une série d'applications telles que les expériences ratiométriques. Une configuration à double caméra vous permet également d'utiliser des filtres passe-bande uniques devant chaque caméra pour minimiser le crosstalk et obtenir des résultats plus propres sans compromettre la vitesse.

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Auto-immersion
Équipement d'auto-immersion du ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Expériences longue durée non surveillées

ZEISS Lattice Lightsheet 7 – Auto-immersion
Équipement d'auto-immersion du ZEISS Lattice Lightsheet 7.

Incubation

Le système d'incubation intégré offre une stabilité durable dans des conditions ambiantes variables. Le microscope contrôle et surveille automatiquement la température, les niveaux de CO2 et O2 ainsi que l'humidité afin de préserver l'intégrité de votre échantillon tout au long de vos expériences. Le couvercle avec regard en verre permet d'accéder rapidement et facilement à l'échantillon afin d'en faciliter l'inspection au cours d'une phase d'expérimentation.

Auto-immersion

Amorcez le système pour évacuer l'air résiduel. Le système libère ensuite automatiquement une quantité de milieu d'immersion adaptée aux contraintes de vos expériences. Le réapprovisionnement en milieu d'immersion est contrôlé par logiciel afin que vous n'ayez plus à vous soucier des risques d'interférence par rapport à l'acquisition d'image. Le réservoir est protégé de la source d'éclairage pour éviter le développement des bactéries. Les objectifs sont protégés de la source d'approvisionnement en milieu d'immersion et restent donc secs, même si une quantité excessive de milieu d'immersion est appliquée.


Applications typiques

Application typique Échantillons typiques Tâches

Imagerie des cellules vivantes

  • Cellules adhérentes
  • Cellules en suspension
  • Imagerie volumétrique des processus subcellulaires à grande vitesse : dynamique et morphologie des organites, interactions inter-organites, transport vésiculaire
  • Imagerie volumétrique de la dynamique membranaire
  • Imagerie volumétrique de cellules immunitaires telles que la mobilité et l'activation des cellules T
  • Imagerie non invasive de cellules vivantes, sur plusieurs heures ou plusieurs jours, avec une phototoxicité et un photoblanchiment minimum
  • Prolifération cellulaire et essais d'apoptose

Culture cellulaire 3D

  • Sphéroïdes
  • Organoïdes
  • Kystes
  • Cellules dans un hydrogel
  • Imagerie en direct de sphéroïdes ou d'organoïdes de diamètre supérieur à 200 μm
  • Auto-organisation des organoïdes
  • Migration et prolifération cellulaire à l'intérieur des organoïdes
  • Imagerie des interactions intercellulaires, organisation 3D, migration et morphologie
  • Imagerie In vitro de l'activité neuronale

Petits organismes évolutifs

  • Embryons de poissons-zèbres
  • Embryons de caenorhabditis elegans
  • Embryons de drosophiles
  • Analyse de détails structurels en 3D avec une résolution quasiment isotrope
  • Imagerie rapide de la dynamique cellulaire et subcellulaire dans les embryons et les petits organismes d'un diamètre maximal de 100 μm
  • Migration cellulaire, interaction intercellulaire, cycle cellulaire, transport vésiculaire

Ovocytes

  • Imagerie en direct d'ovocytes complets en 3D avec niveau de détail subcellulaire

Échantillons élargis

  • Petits échantillons élargis de gel aqueux

Le ZEISS Lattice Lightsheet 7 en action

La lamine B1 en action

 

La lamine B1 s'associe à la membrane nucléaire, elle est impliquée dans la fragmentation et la reformation de la membrane nucléaire au cours de la mitose. La formation de ces « invaginations nucléaires » est fréquemment observée sur plusieurs types de cellules durant les évènements de la mitose, à différents stades du cycle cellulaire. Les invaginations nucléaires peuvent se manifester sous la forme de structures tubulaires qui partent de la membrane nucléaire et traversent le noyau. Bien que ces structures uniques soient régulièrement observées, la plupart des recherches sont jusqu'à présent effectuées à partir de cellules fixes. Par conséquent, la fonction de ces structures est largement inconnue même si de nombreuses hypothèses ont été proposées.

Cet ensemble de données a été enregistré avec une lignée de cellules du Allen Institute for Cell Science de Seattle : des cellules souches pluripotentes induites humaines qui expriment de façon endogène la lamine B1 (AICS-0013) marquée au mEGFP. L'expérience qui s'est déroulée durant la nuit a été enregistrée pendant près de 8 heures avec un volume imagé toutes les 1,5 minutes. Les cellules en mitose peuvent être observées tout au long de l'enregistrement. La formation et la dynamique des invaginations nucléaires peuvent être clairement observées dans la plupart des cellules, tout au long du cycle cellulaire complet.

Un éclairage non invasif est primordial pour l'imagerie de la mitose puisque ce processus est extrêmement délicat et photosensible. Afin d'éviter la duplication d'un ADN endommagé, les cellules interrompent la mitose au moindre incident provenant de l'éclairage d'excitation. Le procédé d'imagerie du Lattice Lightsheet 7 est non invasif et le système doit être extrêmement stable pour acquérir des images des évènements de mitose sur de longues périodes. L'imagerie volumétrique rapide combinée à une résolution d'image quasiment isotrope permet d'examiner l'échantillon sous tous les angles et d'étudier des structures subcellulaires uniques dans les moindres détails. Le ZEISS Lattice Lightsheet 7 est l'instrument parfait pour réaliser des expériences complexes de ce calibre. Des applications auparavant impossibles deviennent réalité et, grâce à la grande facilité d'utilisation du Lattice Lightsheet 7, vous aussi pouvez les mettre en pratique dans le cadre de vos recherches.

La dynamique subcellulaire à très grande vitesse

 

Cellules COS-7 transfectées de manière transitoire avec des agents Calnexin-mEmerald et EB3-tdTomato. La protéine EB3 identifie les extrémités en croissance des microtubules et est nécessaire à la régulation de la dynamique microtubulaire. La calnexine est une protéine du RE, où s'effectue la synthèse protéique. Un volume toutes les 7 secondes ; imagerie continue pendant 24 minutes. Volume d'acquisition : 118 × 113 × 22 μm³. 240 600 images ; 401 plans volumiques pour 300 points temporels.

 

Vidéo en time lapse montrant la dynamique d'une cellule U2OS exprimant de manière stable de l'actine-GFP (cytosquelette, cyan). Les cellules étaient également marquées avec MitoTracker™ Red CMXRos (mitochondrie, vert) et Draq 5 (noyau, magenta).

 

Cellule U2OS exprimant Lifeact-tdTomato subissant une mitose pendant l'imagerie continue. Projection à intensité maximale. Des images de la cellule ont été capturées en continu pendant 2,5 heures ; un volume (113 × 90 × 11 μm³) toutes les 2,2 secondes. Au total, 1 404 000 images ont été enregistrées ; 351 plans volumiques pour 4 000 points temporels.

 

Cellules COS-7 transfectées avec la protéine fluorescente StayGold ciblant le RE. Projection à intensité maximale. Enregistré avec un temps d'exposition de 1 ms pendant 40 min en continu. 802 000 images au total. Un volume (105 × 56 × 14 µm³) par 1,1 seconde. Avec l'aimable autorisation du Laboratoire Mayawaki, Université de Tokyo, Japon.

 
 

Cellule Cos 7 transfectée de manière transitoire avec des agents mEmerald-Rab5a et Golgi7-tdTomato. Golgi7 est une protéine associée à l'appareil de Golgi et aux vésicules golgiennes. Rab5a est une protéine marqueur des endosomes précoces. Le traçage des vésicules en 3D à une résolution quasiment isotrope devient réalité. Le traçage a été effectué dans arivis Vision4D®.

 

Cellules U2OS exprimant Lifeact-tdTomato et colorées avec le MitoTracker Green. Rangée du haut : configuration à une seule caméra. Rangée du bas : configuration à double caméra. Le crosstalk est minimisé. En outre, deux fois plus d'images peuvent être acquises, ce qui permet de doubler la résolution temporelle.

 

Cellule T exprimant Lifeact-GFP. Projection en profondeur codé en couleur et projection à intensité maximale en parallèle. Des images de la cellule T ont été capturées en continu pendant plus de 1 heure ; un volume toutes les 2,5 secondes. Échantillon : avec l'aimable autorisation de M. Fritzsche, Université d'Oxford, Royaume-Uni.

Étude fiable de co-localisation

Pour étudier la co-localisation, vous ne pouvez vous permettre aucun crosstalk pour être sûr que la co-localisation observée est bien réelle. Cependant, utiliser des filtres passe-bande uniques signifie devoir changer de filtre pendant l'imagerie, ce qui ralentit suffisamment l'acquisition pour provoquer un décalage important entre des structures dont vous savez qu'elles doivent se superposer. Vous ne pouvez donc pas vous fier aux résultats de la co-localisation et aux interactions observées. Une configuration à double caméra résout ce dilemme, vous donnant confiance dans les données acquises et les résultats que vous pouvez en tirer.

 

Cellules U2OS colorées avec le MitoTracker Green (vert) et le MitoTracker Red CMXRos (magenta), deux colorants qui se localisent dans les mitochondries et devraient donc toujours être co-localisés. À gauche : configuration à une seule caméra. Un délai d'enregistrement entre les deux canaux se manifeste par un décalage spatial des structures. À droite : configuration à double caméra. Les structures se superposent complètement comme prévu. 60 points temporels ont été acquis alors qu'avec une seule caméra, seuls 16 points temporels ont pu être acquis dans le même temps.

Expériences ratiométriques

Le rapport d'intensité de fluorescence du MitoTracker Green et du MitoTracker Red CMXRos a été analysé pour étudier le potentiel de la membrane mitochondriale, car seule l'absorption du MitoTracker Red CMXRos dépend du potentiel de la membrane ; le MitoTracker Green est une mesure de la masse mitochondriale mais est indépendant du potentiel de la membrane mitochondriale et peut servir de référence interne. Ainsi, le rapport de fluorescence des deux colorants est une mesure relative du potentiel de la membrane mitochondriale.

 

Cellule U2OS colorée avec MitoTracker Green (vert) et MitoTracker Red CMXRos (magenta).

 

Rapport d'intensité de fluorescence de MitoTracker Green et MitoTracker Red CMXRos.

Développement biologique aux stades précoces | Ovocytes

 

Ovocytes de souris fixes en vésicules germinales marqués pour la membrane nucléaire (anti-lamine, cyan), actine (phalloïdine, magenta) et microtubules (anti-tubuline, jaune). Le Sinc3 15 × 650 lattice light sheet a été utilisé pour l'imagerie haute résolution des structures de microtubule et de l'actine. Suivez la structure en 3D des microtubules dans la vidéo. Échantillon : avec l'aimable autorisation de C. So, MPI Göttingen, Allemagne.

 

Ovocytes de souris fixes en vésicules germinales marqués pour la membrane nucléaire (anti-lamine, cyan), actine (phalloïdine, magenta) et microtubules (anti-tubuline, jaune). Le Sinc3 100 × 1,800 lattice light sheet a été utilisé pour réaliser l'imagerie de l'ovocyte complet. Échantillon : avec l'aimable autorisation de C. So, MPI Göttingen, Allemagne.

 

Ovocytes de souris interrompus en métaphase II et marqués pour la mitochondrie (cyan), les microtubules (magenta) et les chromosomes (jaune). Échantillon : avec l'aimable autorisation de C. So, MPI Göttingen, Allemagne.

Développement biologique de petits organismes évolutifs | Poisson-zèbre

 

Embryon de poisson-zèbre transgénique DeltaD-YFP (Liao et al. 2016, Nature Communications). Protéine de fusion emmenée par un transgène contenant les régions de régulation endogène, expression à l'extrémité caudale et dans le mésoderme pré-somatique. Signal visible dans le cortex cellulaire et en un point correspondant au transport vésiculaire (vert). Noyaux en magenta. Des images de l'embryon ont été capturées pendant 5 minutes en continu ; une image en volume (150 × 50 × 90 μm3) toutes les 8 secondes. Échantillon : avec l'aimable autorisation du Prof. Andrew Oates, EPFL, Suisse.

 

Film en vitesse accélérée de l'embryon de poisson-zèbre. Imagerie volumétrique du transport de molécules mRNA (vert). Les noyaux sont représentés en magenta. Les données sont affichées en projection à intensité maximale. Une image en volume (86 × 80 × 12 μm3) a été enregistrée toutes les 2,5 secondes. Échantillon : avec l'aimable autorisation du Prof. Andrew Oates, EPFL, Suisse.

 

Le transport de molécules mRNA a été tracé dans arivis Vision4D®. Le mouvement de l'embryon de poisson-zèbre a d'abord été corrigé à l'aide d'un tracé de référence du noyau. Ensuite, les molécules individuelles d'ARN messager ont été suivies dans la durée pour obtenir des statistiques telles que la vitesse et l'orientation. Échantillon : avec l'aimable autorisation du Prof. Andrew Oates, EPFL, Suisse.

Développement biologique de petits organismes évolutifs | embryons de caenorhabditis elegans

 

Embryon de caenorhabditis elegans marqué pour les noyaux. La vidéo montre une projection en profondeur avec codage en couleur de l'embryon. Des images de l'embryon ont été capturées pendant plus de 10 minutes en continu ; une image en volume toutes les 700 msec. Volume d'acquisition : 115 × 50 × 30 μm³. Au total, 101 000 images ont été enregistrées ; 101 plans volumiques pour 1000 points horaires. Échantillon client.

 

Embryon de caenorhabditis elegans marqué pour les noyaux. La vidéo montre une projection en profondeur avec codage en couleur de l'embryon. Des images de l'embryon ont été capturées pendant plus de 19 heures toutes les 5 minutes et peuvent être observées tout au long de son cycle normal de veille-sommeil. Volume d'acquisition : 115 × 50 × 30 μm³. Au total, 23 836 images ont été enregistrées ; 101 plans volumiques pour 236 points horaires. Échantillon client.

 

Embryon de caenorhabditis elegans au stade tardif (post fertilisation ~400 min.) avec ~560 noyaux marqués avec HIS-58::mCherry (magenta) et centrioles marqués par GFP::SAS-7 (vert). Des cellules en mitose montrent un signal condensé de HIS-58::mCherry et de centrioles aux pôles fuseaux. Échantillon : avec l'aimable autorisation de N. Kalbfuss, Göncy Lab, EPFL, Suisse.

Développement biologique de petits organismes évolutifs | Embryon de drosophile

 
 

La drosophila melanogaster est un organisme modèle dans de nombreux domaines de recherche tels que la recherche biomédicale. De nombreux variants génétiquement modifiés sont à la disposition des chercheurs. Cette vidéo présente un embryon de drosophile avec marquage GFP au cours de son évolution. Au total, 91 100 images ont été prises, 911 plans volumiques, 100 points horaires. Une image en volume toutes les 15 secondes ; durée d'imagerie 25 min., volume d'acquisition : 300 × 455 × 145 μm3.

Développement de modèles cellulaires en 3D

 

Les sphéroïdes et les organoïdes sont des modèles in vitro d'organes – beaucoup plus petits et plus simples mais faciles à produire et sont donc des outils inestimables aux yeux des biologistes du développement pour étudier le développement des organes. Contrairement aux cultures cellulaires, qui consistent généralement en une monocouche de cellules uniquement, les cellules des sphéroïdes / organoïdes forment des structures tridimensionnelles qui permettent d'étudier la migration et la différenciation des cellules à l'intérieur de modèles cellulaires en 3D. Avec la microscopie à feuillet de lumière en treillis, l'acquisition d'images du développement et de l'auto-organisation d'organoïdes devient réalité. Ici, nous pouvons voir un rendu en 3D d'un sphéroïde constitué de cellules exprimant H2B-mCherry (cyan) et α-tubuline-mEGFP (magenta). Les cellules ne sont pas toutes marquées.

Développement de plantes et de semences de plantes | Graine de pollen et tube pollinique

 

Observez la dynamique des mitochondries à l'intérieur du tube pollinique. Les mitochondries se déplacent vers l'extrémité sur les bords et reviennent au centre du tube. Durant le transport, les mitochondries fusionnent et se divisent constamment pour assurer les processus de réparation et pour partager et distribuer les molécules biologiques. Échantillon : avec l'aimable autorisation de R. Whan, UNSW, Sydney, Australie.

 

Tube pollinique coloré pour les mitochondries (MitoTracker Green, vert) et les lysosomes (Lysotracker Red, rouge). Observez le tube pollinique s'étendre à partir de la fissure dans le grain de pollen (visualisé par son autofluorescence). Les mitochondries ne progressent pas tout à fait jusqu'à l'extrémité du tube pollinique, mais s'arrêtent quelques microns avant l'extrémité. Le rendu de l'ensemble des données a été effectué dans arivis Vision4D®.Échantillon : avec l'aimable autorisation de R. Whan, UNSW, Sydney, Australie.

Téléchargements

ZEISS Lattice Lightsheet 7

Long-term Volumetric Imaging of Living Cells

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Volume de fichier: 4287 kB

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